Бактериальный микробиом филлосферы лиственницы сибирской (larix sibirica ledeb.) в зоне влияния техногенных эмиссий предприятий Норильского промышленного района

. Исследовано бактериальное сообщество филлосферы лиственницы сибирской (Larix sibirica Ledeb.), произрастающей в условиях сильного техногенного загрязнения Норильского промышленного района.  С применением современного метода метабаркодинга проведен анализ микробного состава хвои, что позволило идентифицировать доминирующие таксоны бактерий и оценить их роль в адаптации растений к экстремальным условиям окружающей среды. Основными доминирующими отделами бактерий в образцах хвои лиственницы оказались Proteobacteria, Actinobacteriota, Firmicutes и Bacteroidota, что согласуется с их широким распространением в различных экосистемах и их важной ролью в функционировании микробных сообществ. Среди выявленных родов наиболее распространенными были Cutibacterium, Staphylococcus, Streptococcus, Corynebacterium и Klebsiella. 

1. Абаимов А. П. и др. Леса Красноярского Заполярья. Наука. Новосиб. отд-ние, 1997. С. 208.

2. Бенькова В. Е., Бенькова А. В. Особенности строения древесины северных популяций сибирских видов лиственницы // Лесоведение. 2015. № 4. С. 28–36.

3. Дереворазрушающие свойства арктических штаммов Porodaedalea niemelaei M. Fischer и Trichoderma atroviride Bissett / Ю. А. Литовка [и др.] // Химия растительного сырья. 2017. № 1. С. 145–150.

4. What matters most? Assessment of within-canopy factors influencing the needle microbiome of the model conifer, Pinus radiata / S. Addison [et al.] // Environ Microbiome. 2023. Т. 18. С. 45.

5. The Biodiversity of Grapevine Bacterial Endophytes of Vitis amurensis Rupr. / O. A. Aleynova [et al.] // Plants. 2022. Т. 11, № 9. С. 1128.

6. Examining the global distribution of dominant archaeal populations in soil / S. T. Bates [et al.] // ISME J. 2011. Т. 5, № 5. С. 908–917.

7. Analysis of genes contributing to plant-beneficial functions in plant growth-promoting rhizobacteria and related Proteobacteria / M. Bruto [et al.] // Sci Rep. 2014. Т. 4, № 1. С. 6261.

8. DADA2: High-resolution sample inference from Illumina amplicon data / B. J. Callahan [et al.] // Nat Methods. 2016. Т. 13, № 7. С. 581–583.

9. Carlson R. R., Vidaver A. K. Taxonomy of Corynebacterium Plant Pathogens, Including a New Pathogen of Wheat, Based on Polyacrylamide Gel Electrophoresis of Cellular Proteins† // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 1982. Т. 32, № 3. С. 315–326.

10. Ecology and Evolution of Plant Microbiomes / V. Cordovez [et al.] // Annu Rev Microbiol. 2019. Т. 73. С. 69–88.

11. De Mandal S., Jeon J. Phyllosphere Microbiome in Plant Health and Disease // Plants. 2023. Т. 12, № 19. С. 3481.

12. Fakhrutdinova V. V., Benkova V. E., Shashkin A. V. Variability of the tree-rings structure of Gmelin’s larch at northern tree line (peninsula of Taymyr) // Siberian Journal of Forest Science. 2017. Т. 4, № 2. С. 62–69.

13. The Industrial Organism Corynebacterium glutamicum Requires Mycothiol as Antioxidant to Resist Against Oxidative Stress in Bioreactor Cultivations / F. S. F. Hartmann [et al.] // Antioxidants (Basel). 2020. Т. 9, № 10. С. 969.

14. A large, mobile pathogenicity island confers plant pathogenicity on Streptomyces species / J. A. Kers [et al.] // Molecular Microbiology. 2005. Т. 55, № 4. С. 1025–1033.

15. Li Y. и др. Virulence mechanisms of plantpathogenic Streptomyces species: an updated review // Microbiology. 2019. Т. 165, № 10. С. 1025–1040.

16. Lindow S. E., Brandl M. T. Microbiology of the Phyllosphere // Appl Environ Microbiol. 2003. Т. 69, № 4. С. 1875–1883.

17. Plant Holobiont Theory: The Phytomicrobiome Plays a Central Role in Evolution and Success / D. Lyu [et al.] // Microorganisms. 2021. Т. 9, № 4. С. 675.

18. Martin M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads // EMBnet. journal. 2011. Т. 17, № 1. С. 10–12.

19. Müller T., Ruppel S. Progress in cultivationindependent phyllosphere microbiology // FEMS Microbiol Ecol. 2014. Т. 87, № 1. С. 2–17.

20. Plant-growth promotion by proteobacterial strains depends on the availability of phosphorus and iron in Arabidopsis thaliana plants / D. Orellana [et al.] // Front Microbiol. 2022. Т. 13. С. 1083270.

21. Pavlov I. N. [et al.] Phylogenetic Relationships, Pathogenic Traits, and Wood-Destroying Properties of Porodaedalea niemelaei M. Fischer Isolated in the Northern Forest Limit of Larix gmelinii Open Woodlands in the Permafrost Area. 2018.

22. Staphylococcus aureus pathogenicity on Arabidopsis thaliana is mediated either by a direct effect of salicylic acid on the pathogen or by SA-dependent, NPR1-independent host responses / B. Prithiviraj [et al.] // The Plant Journal. 2005. Т. 42, № 3. С. 417–432.

23. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools / C. Quast [et al.] // Nucleic Acids Research. 2013. Т. 41. С. D590–D596.

24. Potential Plant-To-Plant Transmission: Shared Endophytic Bacterial Community Between Ziziphus lotus and Its Parasite Cuscuta epithymum / N. Radouane [et al.] // Microb Ecol. 2024. Т. 87, № 1. С. 119.

25. Roda-Garcia J. J., Haro-Moreno J. M., LópezPérez M. Evolutionary pathways for deep-sea adaptation in marine planktonic Actinobacteriota // Front. Microbiol. 2023. Т. 14.

26. Pathogenomics of Xanthomonas: understanding bacterium – plant interactions / R. P. Ryan [et al.] // Nat Rev Microbiol. 2011. Т. 9, № 5. С. 344–355.

27. Sapre S., Gontia-Mishra I., Tiwari S. Klebsiella sp. confers enhanced tolerance to salinity and plant growth promotion in oat seedlings (Avena sativa) // Microbiological Research. 2018. Т. 206. С. 25–32.

28. Singh R. P., Jha P., Jha P. N. The plant-growthpromoting bacterium Klebsiella sp. SBP-8 confers induced systemic tolerance in wheat (Triticum aestivum) under salt stress // Journal of Plant Physiology. 2015. Т. 184. С. 57–67.

29. Plant growth-promoting traits of culturable seed microbiome of citrus species from Purvanchal Himalaya / S. Sinha [et al.] // Front. Plant Sci. 2023. Т. 14.

30. Phyllospheric Microbiomes: Diversity, Ecological Significance, and Biotechnological Applications / N. Sivakumar [et al.] // Plant Microbiomes for Sustainable Agriculture. 2020. Т. 25. С. 113–172.

31. Xanthomonas diversity, virulence and plant– pathogen interactions / S. Timilsina [et al.] // Nat Rev Microbiol. 2020. Т. 18, № 8. С. 415–427.

32. Vorholt J. A. Microbial life in the phyllosphere // Nat Rev Microbiol. 2012. Т. 10, № 12. С. 828–840.

33. Host selection shapes crop microbiome assembly and network complexity / C. Xiong [et al.] // New Phytol. 2021. Т. 229, № 2. С. 1091–1104.

34. Phosphoribosylpyrophosphate synthetase as a metabolic valve advances Methylobacterium/ Methylorubrum phyllosphere colonization and plant growth / C. Zhang [et al.] // Nat Commun. 2024. Т. 15, № 1. С. 5969.